1.实验材料准备：
选择2周龄左右或200克左右的大鼠。
准备灭菌器械，如镊子、眼科直剪、眼科弯剪、 磁珠等。
准备5mL注射器、0.22μm滤器、泡沫板、图钉用于固定大鼠。
75%乙醇用于消毒。
预冷的无菌PBS水、15mL和50mL无菌离心管、细胞筛、无菌培养瓶等。
培养基：SD大鼠脂肪间质干细胞完全培养基（货号：FH-G011）。
2. 实验操作：
将所需物品放入超净工作台，紫外消毒30分钟。
配制0.1%Ⅰ型胶原酶约5mL，并过滤除菌。
将大鼠脱颈处死后放入75%酒精中浸泡2-3分钟，放入超净工作台并固定在泡沫板上。
剪开大鼠腹股沟区皮肤直至腹腔，暴露脂肪组织。
仔细剪取脂肪组织并放入PBS中，避免剪到血管。
用PBS清洗脂肪组织，并剔除多余的血管和淋巴结。
将脂肪组织剪碎至适宜大小（如2mm×2mm），加入胶原酶，在37℃下消化，每隔5分钟震荡一次或持续搅拌。
消化完成后，将细胞悬液转移至离心管中，离心后弃去上层脂滴泡沫和上清液，用培养基重悬沉淀。
将细胞悬液过滤，再次离心后弃上清，用培养基重悬，并接种到培养瓶中。
将培养瓶放入37℃、含有5% CO2的培养箱中培养。
3. 注意事项：
原代脂肪间充质干细胞呈短小梭形，经传代后和培养时间的延长，细胞变为长梭形，旋涡状排列。
原代脂肪间充质干细胞阳性表达CD29、CD54、CD90.1，不表达CD31、CD45、CD106。这些标记物通常用于确认细胞的间充质干细胞特性。
通过特定的诱导条件，可以检测原代脂肪间充质干细胞是否具有向成骨细胞或脂肪细胞分化的能力。这通常涉及特定的培养基和诱导剂。
在培养过程中，定期记录细胞数量或密度，以绘制细胞生长曲线。这有助于了解细胞的增殖速度和生长特性。
将接种了SD大鼠原代脂肪间充质干细胞的培养瓶放入37℃、含有5% CO₂的细胞培养箱中培养。
每隔24小时观察细胞生长情况，并根据培养基的颜色变化决定是否更换新鲜培养基。
通常在培养2-3天后，可以进行细胞的传代或后续实验。
当SD大鼠原代脂肪间充质干细胞在培养瓶中达到约80%的融合度时，可以进行细胞传代。
弃去旧培养基，用PBS清洗细胞1-2次。
加入适量的胰蛋白酶或胰酶-EDTA混合液，消化细胞至细胞开始变圆并脱离培养瓶底。
加入含有血清的培养基终止消化，并用吸管轻轻吹打培养瓶底，使细胞完全脱落。
将细胞悬液转移至离心管中，离心后弃上清，用新鲜培养基重悬细胞。
根据实验需要，将细胞按一定比例接种到新的培养瓶中，继续培养。
如果需要长期保存SD大鼠原代脂肪间充质干细胞，可以进行细胞冻存。
选择生长状态良好的细胞，进行常规的胰蛋白酶消化、离心、弃上清等步骤。
用细胞冻存液（富衡：FH7002）重悬细胞，调整细胞密度为（5-10）×10⁶个/mL。
将细胞悬液分装至冻存管中，每管1-1.5mL。
将冻存管放入程序降温盒中，然后放入-80℃冰箱过夜。
第二天将冻存管转移至液氮罐中长期保存。
当需要从冻存中复苏脂肪细胞时，从液氮罐中取出冻存管，迅速放入37℃水浴中解冻。
解冻后，将细胞悬液转移至离心管中，加入适量的培养基，离心后弃上清。
用新鲜培养基重悬细胞，并接种到培养瓶中。
将培养瓶放入37℃、含有5% CO₂的细胞培养箱中培养。
以上步骤和注意事项仅供参考，具体的实验操作可能因实验条件、实验目的等因素而有所不同，建议参考相关文献和实验指导，并根据实际情况进行调整。
